Resumo: Testes de vigor de sementes são usados para estimar sua qualidade. Um dos mais utilizados é o teste de envelhecimento acelerado (EA). O objetivo do presente estudo foi estudar as alterações bioquímicas provocadas nas sementes e determinar seu status de germinação após o EA. Seis genótipos de cártamo foram testados a 43 °C e 45 °C por 0, 48, 72, 96 e 120 h, e a porcentagem de germinação (PG), o tempo médio de germinação (TMG) e a porcentagem normal de plântulas (PNP) foram avaliados para determinar as reações de envelhecimento dos genótipos. Durante o EA a 45 °C, as sementes perderam rapidamente a capacidade de germinação após 48 h; após 120 h, as sementes perderam a viabilidade, mantendo-se, porém, ainda viáveis a 43 °C. Dois genótipos que envelheceram mais (Linas e Olas) e menos (Bayer-6 e Bayer-12) foram escolhidos para examinar as alterações bioquímicas durante o EA a 43 °C. Onze análises bioquímicas foram realizadas para entender as alterações fisiológicas associadas ao teste. Os teores totais de caratona, xantofila, fenólicos, flavonoides, proteínas solúveis, açúcares solúveis, óleo e malondialdeído foram menores após 120 h, em comparação a 0 h. O teor de açúcares redutores e de ácidos graxos livres aumentou nos genótipos menos e mais envelhecidos. No entanto, o teor total de tocoferol aumentou nos genótipos com menor envelhecimento e diminuiu nos genótipos com maior envelhecimento após 120 h, em comparação a 0 h. Os resultados mostraram que o EA a 43 °C foi adequado para estudar o processo de envelhecimento nas sementes de cártamo. Além disso, compreender as alterações químicas foi útil para elucidar a base fisiológica de envelhecimento das sementes.

Abstract: Seed vigor tests are used to estimate their quality. One of the most commonly used is the accelerated aging test (AA). The aim of the present study was to study the biochemical changes caused in the seeds and to determine their germination status after the AA. Six safflower genotypes were tested at 43 °C and 45 °C for 0, 48, 72, 96 and 120 h, and germination percentage (GP), mean germination time (MGT) and normal seedling percentage (NSP) were evaluated to determine the aging reactions of the genotypes. During the AA at 45 °C, the seeds quickly lost their germination ability after 48 h; after 120 h, the seeds lost their viability, remaining, however, still viable at 43 °C. Two genotypes that aged more (Linas and Olas) and less (Bayer-6 and Bayer-12) were chosen to examine the biochemical changes during the AA at 43 °C. Eleven biochemical analysis were performed to understand physiological changes associated with the test. Total caratone, xanthophyll, phenolics, flavonoid, soluble protein, soluble sugars, oil and malondialdehyde contents were lower after 120 h, compared to 0 h. Reducing sugars and free fatty acids contents increased in the least and most aging genotypes. However, the total tocopherol content increased in the least aging genotypes and decreased in the most aging genotypes after 120 h, compared to 0 h. The results showed that the AA at 43 °C was suitable to study the aging process in the safflower seeds. Besides, understanding the chemical changes was useful to elucidate the physiological basis of seed aging.

A despolimerização de pectina durante o amadurecimento de frutos tem sido apresentada como ação das enzimas pectinolíticas, incluindo polygalacturonases (EC 3.2.1.15) e pectinamethylesterases (EC 3.2.2.22). Estudos tem mostrado que essas enzimas não são as causadoras primárias do amolecimento , no entanto, sua participação nas mudanças da textura durante os estádios finais do amolecimento parecem evidente. A despolimerização difere significativamente entre vários tipos de frutos, notadamente abacate e tomate, mesmo que níveis de atividade de PG nesses frutos sejam similares. Evidências coletivas indicam que as atividades de algumas enzimas de parede celular são restritas in vivo, com o máximo de potencial hidrolítico expresso apenas em resposta ao rompimento do tecido ou ferimentos. Em contraste, outras enzimas participam da degradação de pectina, notadamente beta. galactosidase/exo-galactamases, que exibem in vitro atividades bem abaixo do valor mínimo para a perda de resíduos de galactosyl da parede celular durante o amadurecimento. Fatores que controlam a hidrólise in vivo não tem sido totalmente estudados mas podem incluir o pH apoplástico, níveis de íons inorgânicos na parede celular, proteínas não enzimáticas, incluindo a beta-subunidade não catalítica e expansina, porosidade da parede e impedimento estérico. Estudos recentes sobre o metabolismo de parede celular durante o amadurecimento tem mostrado ser um processo ordenado, envolvendo nos estádios iniciais, relaxamento da parede celular e degradação de hemicelulose seguida, nos estádios finais, pela despolimerização da pectina. Um limitado número de estudos tem indicado que espécies que geram radicais de oxigênio por meios enzimáticos ou não enzimáticos podem participar da excisão de pectinas e outros polissacarídeos durante o amadurecimento e outros processos de desenvolvimento. Mecanismos similares podem também ocorrer em resposta a ferimentos, um evento tipicamente seguido por um incremento em vias oxidativas. A degradação da parede celular como aquela oriunda do ferimento físico poderá ter particular relevância para a deterioração de frutos ligeiramente processados.

Pectin depolymerization during fruit ripening has been shown to be largely due to pectinolytic enzymes, including polygalacturonases (E.C. 3.2.1.15) and pectinmethylesterases (E.C. 3.2.1.11). Studies have shown that these enzymes are not the primary determinants of softening, although participation in texture changes during the late stages of ripening seems evident. Pectin depolymerization differs significantly between various fruit types, notably avocado and tomato, even though levels of extractable PG activity in these fruits are similar. Collective evidence indicates that the activities of some cell wall enzymes are restricted in vivo, with maximum hydrolytic potential expressed only in response to tissue disruption or wounding. In contrast, other enzymes reported to participate in pectin degradation, notably beta-galactosidases/exo-galactanases, exhibit in vitro activity far below that anticipated to be required for the loss of cell wall galactosyl residues during ripening. Factors controlling in vivo hydrolysis have not been fully explored but might include apoplastic pH, cell wall inorganic ion levels, non-enzymic proteins including the noncatalytic beta-subunit and expansins, wall porosity, and steric hindrances. Recent studies of cell wall metabolism during ripening have demonstrated an orderly process involving, in the early stages, cell wall relaxation and hemicellulose degradation followed, in the later stages, by pectin depolymerization. A limited number of studies have indicated that radical oxygen species generated either enzymically or non-enzymically might participate in scission of pectins and other polysaccharides during ripening and other developmental processes. Similar mechanisms might also occur in response to wounding, an event typically followed by an oxidative burst. Cell wall degradation as influenced by physical wounding could be of particular relevance to the deterioration of lightly processed fruits.