Resumo Este estudo teve como objetivo realizar a detecção de Escherichia coli diarreiogênica (EPEC, STEC, ETEC e EAEC) em leite, água e fezes bovinas em pequenas propriedades leiteiras localizadas na Região Nordeste do Estado de São Paulo, Brasil. E. coli foi detectada em amostras obtidas de fezes (80%), leite cru (66,67%) e água (55,56%). STEC, EPEC, STEC:EPEC e STEC:ETEC foram as cepas mais prevalentes em amostras de fezes bovinas, respectivamente. Em relação ao leite cru, cepas de EPEC, STEC e STEC:EPEC foram detectadas em 4,17%, 16,67% e 4,17% das amostras, respectivamente. Ainda, detectou-se STEC na amostra de água utilizada na sala de ordenha, enquanto EAEC não foi detectada em nenhuma amostra. Conclui-se que fezes de bovinos é uma importante fonte de contaminação de E. coli patogênicas em propriedades leiteiras e podem consequentemente contaminar o leite cru e água. A importância da qualidade da água e da adoção efetiva de práticas higiênicas durante a obtenção do leite para evitar a contaminação são recomendadas devido à possibilidade de transmissão de microorganismos patogênicos a seres humanos devido a ingestão de leite cru ou queijos produzidos a partir de leite não pasteurizado.

Abstract This study focused on detecting diarrheagenic Escherichia coli, enteropathogenic E. coli (EPEC), Shiga-toxin-producing E. coli (STEC), enterohemorrhagic E. coli (EHEC or STEC:EPEC), enterotoxigenic E. coli (ETEC), and enteroaggregative E. coli (EAEC) in raw milk, water, and cattle feces sampled from non-technified dairy farms located in the northeastern São Paulo State, Brazil. Thirty-six water samples were collected at different points, namely, water wells (8 samples), water intended for human consumption (8 samples), water from milking parlor (8 samples), and water intended for animal consumption (7 samples), headwaters (1 sample), rivers (3 samples), and reservoirs (1 sample). Three raw milk samples were taken directly from bulk tanks in each farm, totalizing 24 samples. Feces samples were collected using rectal swabs from 160 bovines (20 animals per farm). E. coli was detected in 128 feces samples (80%), 16 raw milk samples (66.67%), and 20 water samples (55.56%). STEC (26 samples, 16.25%), EPEC (10 samples, 6.25%), STEC: EPEC (5 samples, 3.13%), and STEC: ETEC (1 sample, 0.63%) were the most prevalent strains detected in samples from cattle feces. EPEC, STEC, and STEC: EPEC strains were detected in 4.17% (1 sample), 16.67% (4 samples), and 4.17% (1 sample) of raw milk samples, respectively. STEC strains were detected in water used in the milking parlor, while no EAEC strain was detected. As a conclusion, cattle feces are important contamination sources of pathogenic E. coli in non-technified dairy farms and, consequently, cross-contamination among feces, water, and/or raw milk can occur. The use of quality water and hygienic practices during milking are recommended to avoid contamination since pathogens can be transmitted to humans via raw milk or raw milk cheese ingestion.

Para avaliar se a qualidade microbiológica da água de dessedentação intervém na morfologia intestinal de frangos de corte, foram analisados o consumo semanal de água, a microbiologia de amostras de água, a microscopia eletrônica de varredura e a histologia do intestino delgado de frangos de corte tratados com água filtrada e não filtrada. Os frangos que ingeriram água filtrada tiveram acesso ao menor número de micro-organismos fecais (2,52±0,99 Número Mais Provável (NMP) de coliformes fecais e 1,17±1,25 NMP de Escherichia coli) em relação aos que ingeriram água não filtrada (3,62±0,67 NMP e 2,53±1,13 NMP). Aos 14, 21 e 45 dias de vida, foram colhidas amostras do duodeno, jejuno e íleo de 96 aves. Após rotina laboratorial, as amostras conservadas em glutaraldeído foram eletronmicrografadas e analisadas quanto à densidade de vilos e o material mantido em solução de Bouin foi destinado à confecção de lâminas histológicas que foram analisadas morfometricamente. O duodeno das aves que receberam água não filtrada apresentou maior densidade dos vilos em resposta à qualidade microbiológica da água. Na morfometria intestinal, observou-se que aves que receberam água não filtrada apresentaram aumento na profundidade das criptas intestinais e elevada altura das vilosidades em relação às aves que ingeriram água filtrada. Infere-se que a água filtrada, oferecida aos frangos de corte em um período de vida de 45 dias, favorece a manutenção da integridade intestinal.

To evaluate if microbiological quality of drinking water has an effect on intestinal morphology of broilers, the weekly water consumption by them was verified, and microbiological analysis of water samples, scanning electron microscopy and small intestine histology of broilers treated with filtered and not filtered water was conducted. Chickens that ingested filtered water had access to fewer fecal microorganisms (2.52±0.99 Most Probable Number MPN of fecal coliforms and 1.17±1.25 MPN of Escherichia coli) compared to those who drank no filtered water (3.62±0.67 and 2.53±1.13 MPN). At 14, 21 and 45 days old, the duodenum, jejunum and ileum of 96 birds were sampled. After laboratory routine, samples preserved in glutaraldehyde were eletronmicrographed and evaluated by villous density, and the material maintained in Bouin's solution was destinated to histological slides that were analyzed morphometrically. The duodenum of birds that ingested not filtered water had the highest density of villi in response to microbiological water quality. In intestinal morphometry, were observed that birds receiving not filtered water showed increase in intestinal crypts depth and presented larger villi compared with birds that ingested filtered water. It is cocluded that filtered water, offered to broilers in a life span of 45 days, favors the maintenance of intestinal integrity.

Oito reprodutores suínos foram divididos em três grupos e inoculados com Toxoplasma gondii [GI (n=3) 1.5x10(4) oocistos cepa P; GII (n=3) 1.0x10(6) taquizoítos cepa RH, e GIII (n=2) controle, não inoculados]. Exames clínicos, hematológicos, de parasitemia e sorológicos foram realizados para avaliar a infecção toxoplásmica. Pesquisa do parasito no sêmen, por meio do bioensaio e pela técnica da PCR, e em órgãos do sistema reprodutor (bioensaio e imunohistoquímica) foi realizada. Sangue e sêmen foram colhidos nos dias -2, -1, 1, 3, 5, 7, 9, 11, 14, e semanalmente até o 84º dia pós-infecção (DPI). Nenhuma alteração clínica ou hematimétrica foi observadda nos animais. Parasitemia foi detectada em um animal inoculado com oocistos no 7º DPI e em outro inoculado com taquizoítos (GII) nos 3º e 49º DPI. A sorologia revelou a presença de anticorpos contra T. gondii nos animais inoculados com oocistos ou taquizoítos no 7º DPI com títulos de 1:256 e 1:64, que atingiram picos de 1:4096 nos dias 11 e 9, respectivamente. O bioensaio revelou a presença do parasita em amostras seminais de um animal inoculado com oocistos (GI) nos 3º, 49º e 56º DPI, e de dois animais infectados com taquizoítos (GII), um deles no 5º DPI e os dois ao 49º DPI. Pela PCR, o DNA de T. gondii foi detectado no sêmen dos Suínos 1 e 3 inoculados com taquizoítos e oocistos, respectivamente. A imunohistoquímica revelou T. gondii em órgão do aparelho reprodutor dos Suínos 1 e 2, inoculados com taquizoítos e oocistos, respectivamente. Esses achados sugerem a possibilidade da ocorrência da transmissão venérea do T. gondii em suínos.

Eight reproductive boars were divided into three groups and inoculated with Toxoplasma gondii [GI (n=3) 1.5x10(4) oocysts strain P; GII (n=3) 1.0x10(6) tachyzoites strain RH; and GIII (n=2) non-inoculated control]. Clinical, hematological, parasitemia and serological tests and studies of the parasite in the semen through bioassay and PCR, and in reproductive organs (Bioassay and immunohistochemical analyses) were conducted to evaluate the toxoplasmic infection. Blood and semen were collected on day -2, -1, 1, 3, 5, 7, 9, 11, 14 and weekly up to 84 days post-inoculation (DPI). No clinical or hematimetric alteration was observed in the boars. Parasitemia was detected in one boar inoculated with oocysts at the 7th DPI and in another boar infected with tachyzoites (GII) at the 3rd and 49th DPI. Serological tests revealed antibodies against T. gondii in animals inoculated with oocysts or tachyzoites at the 7th DPI with dilutions of 1:256 and 1:64, which reached peaks of 1:4096 at day 11 and 9, respectively. The bioassays revealed the presence of the parasite in semen samples of a boar inoculated with oocysts (GI) at 3, 49 and 56 DPI and from two boars infected with tachyzoites (GII), one animal at 5 and two animals at 49 days DPI. Mice inoculated with semen from the control group (GIII) remained serologically negative. PCR analysis showed T. gondii DNA in the semen of Boar 1 and Boar 3 inoculated with tachyzoites and oocysts, respectively. The immuno-histochemical tests showed T. gondii in the reproductive organs of Boar 1 and Boar 2, inoculated with tachyzoites and oocysts, respectively. These findings suggest the possible occurrence of venereal transmission of T. gondii in swine.